Перечень навыков врача-инфекциониста

• Основные практические навыки инфекциониста.

Забор материала для бактериологического исследования . Бактериологические методы основаны на выделении микробов-возбудителей в чистой культуре путем посевов материала, взятого от больного, на искусственные питательные среды. Кроме того, имея, микроб-возбудитель в чистой культуре, можно определять его чувствительность к антибиотикам и химиопрепаратам.

Забор материала для бактериологических исследований должен осуществляться до начала лечения этиотропными средствами, посев необходимо производить немедленно после забора материала непосредственно у постели больного. Если собранный материал нельзя направить в лабораторию, в него добавляют консервирующую смесь. При отсутствии последней материал нужно хранить в холодильнике при температуре +4. °С или на льду.

Посев крови лучше всего делать в начальном периоде болезни или в разгаре, сразу после озноба (наиболее выраженная бактериемия). Посев крови производится на жидкие питательные среды — сахарный, сывороточный, желчный бульон и др. Состав среды выбирается в зависимости от биологических особенностей возбудителя предполагаемой у больного инфекции. Чтобы избежать влияния бактерицидных свойств крови, ее необходимо разводить большим количеством среды, примерно в отношении 1:10. Обычно берут 10— 20 мл крови и засевают в колбу, содержащую 90— 180 мл среды. Переливать кровь из шприца в колбу надо над пламенем спиртовки, предварительно сняв иглу. Колбу с посевом направляют в лабораторию, а вечером и ночью помещают в термостат. При отсутствии питательной среды кровь собирают в стерильную пробирку с соблюдением таких же правил.

Посевы испражнений производятся при кишечных инфекциях (брюшной тиф, паратифы А и В, дизентерия, сальмонеллезы, эшерихиозы и др.), а также когда возникает подозрение на кишечные инфекции или имеются признаки поражения желудочно-кишечного тракта.

Забор испражнений (2—3 г) производится стерильным деревянным шпателем или стеклянной палочкой из судна, горшка, специального лотка, а также непосредственно из прямой кишки с помощью ватных тампонов, металлических петель или через трубку ректоскопа. В судне или горшке не должно оставаться следов дезинфицирующего средства, для чего их необходимо тщательно промыть горячей водой. Нужно стремиться взять слизь, гной, фибринные пленки, избегая примеси крови в связи с ее бактерицидным действием. Забор материала из прямой кишки не зависит от числа дефекаций и может быть сделан в любой момент. Для забора материала петлей (тампоном) больного просят лечь на бок с приведенными к животу бедрами и ладонями развести ягодицы. Петля осторожным дви­жением вводится в задний проход на глубину 5—6 см и также осторожно вынимается. Затем петля помещает­ся в стерильную пробирку и направляется в лаборато­рию. Лучше всего сразу же сделать посев материала на питательную среду.

Мочу (20—30 мл) собирают в стерильную, плотно закрывающуюся посуду при помощи стерильного кате­тера после предварительного обмывания половых орга­нов с мылом и ополаскивания их стерильным физио­логическим раствором. У мужчин допустим сбор мочи при естественном мочеиспускании после туалета на­ружных половых органов (для посева используется вторая порция мочи).

Желчь ( 10—20 мл) забирается во время дуоденаль­ного зондирования. В отдельные стерильные пробирки собирают все три порции желчи (А, В и С). Конец зонда предварительно обрабатывают спиртом, затем по­сле выделения 1—2 мл желчи (не используется для исследования) наполняют пробирки непосредственно через зонд или с помощью стерильного шприца. При наличии кислой реакции (примеси желудочного сока), хлопьев, белесоватого оттенка жидкости материал считается непригодным.

Промывные воды желудка (20—50 мл) собираются в стерильные банки после промывания желудка кипя­ченой водой без добавления натрия гидрокарбоната, калия перманганата и др.

Взятие мазков из зева и носа, смывов из носоглотки. Посевы слизи из зева производят­ся при дифтерии, менингококковой инфекции, ангине, острых респираторных вирусных заболеваниях, коклю­ше и других инфекциях. Тампон, с помощью которого забирается материал, должен быть заранее простеризован в лаборатории. Обычно ватный или марлевый тампон навертывается на деревянную палочку или про­волоку из нержавеющего материала и опускается в пробирку.

Мазок из зева берут натощак или не ранее 2 ч после полоскания, питья либо еды под визуальным контролем с использованием шпателя, как при осмотре зева, не касаясь тампоном слизистых оболочек рта, языка, 30 зубов. Корень языка придавливают книзу и кпереди шпателем, держа его левой рукой, а правой рукой осто­рожно вводят в ротовую полость тампон и снимают налет. Лучше всего снять налет или слизь на границе пораженного участка, где возбудителей больше, чем в других местах.

Перед взятием слизи из носа необходимо предвари­тельно очистить нос (предложить больному высмор­каться) сухим ватным фитилем и удалить корки. Там­пон вводят в каждую ноздрю, плотно прикасаясь все­ми сторонами его к стенкам и перегородке носа. Полу­ченный материал с тампона немедленно высевается на соответствующие плотные питательные среды, а также наносится на предметное стекло, обводится стеклогра­фом, подсушивается и направляется в лабораторию для микроскопического исследования.

Забор материала для риноцитологического иссле­дования производится следующим способом. Неболь­шой ватный тампон на деревянной палочке, увлажнен­ный физиологическим раствором, вводят в носовой ход на глубину 2—3 см, слегка прижимая всеми сторо­нами к слизистой оболочке нижней носовой раковины. Затем с тампона делаются отпечатки на чистом, обез­жиренном эфиром предметном стекле. Границы отпе­чатков обводятся стеклографом. Отпечатки подсуши­ваются и направляются в лабораторию, где после специальной окраски при микроскопии в них опреде­ляются клеточный состав и характер внутриклеточных включений.

Мазки-отпечатки слизистой носа можно пригото­вить также на специальных пластинках из стекла или плексигласа. Пластинки должны иметь длину 70— 80 мм, ширину 5—6 мм, толщину 2—2,5 мм, закруг­ленные и хорошо отшлифованные края. После обра­ботки пластинки эфиром ее вводят в носовой ход на глубину 2—3 см, слегка прижимая к носовой пере­городке. Выводят пластинку наружу также по носовой перегородке, стараясь не смазать отпечаток. Границы отпечатка отмечают стеклографом, подсушивают и на­правляют в лабораторию для дальнейшего исследо­вания.

Для иммунофлюоресцентной диагностики (метод ускоренной диагностики гриппа и других ОРВИ в пер­вые дни болезни) исследуемый материал обрабаты­вают сыворотками, содержащими специфические антитела, меченные флюорохромами. Соединение меченых антител с гомологичными антигенами сопровождается характерным свечением комплексов, выявляемых в люминесцентном микроскопе.

Смывы из носоглотки используются главным обра­зом для выделения вирусов при гриппе, кори, краснухе, ветряной оспе и других вирусных инфекциях. Они про­изводятся в первые дни болезни, когда возбудитель интенсивно размножается в эпителиальных клетках дыхательных путей. Больному предлагают прополос­кать горло стерильным физиологическим раствором. Процедуру повторяют трижды, используя при этом каждый раз по 10—15 мл жидкости. Смывы собирают в широкогорлую стерильную банку. Кусочками сте­рильной ваты, захваченной пинцетом, протирают зад­нюю стенку глотки и носовые ходы. Ватные тампоны опускают в банку со смывом. Материал направляют в лабораторию для последующего изучения (вирусо­логический, иммунофлюоресцентный и другие методы исследования).

Микроскопия мазка на дифтерию. Одним из методов ускоренной диагностики дифтерии явля­ется предварительная бактериоскопия патологического материала (слизь из зева или носа и пленки). Такое исследование выполняют только по требованию леча­щего врача. В этих случаях материал берут двумя там­понами, один из которых используют для выделения культуры возбудителя, а другим делают несколько маз­ков для бактериологического исследования. Мазки окрашивают щелочным раствором метиленового синего по Леффлеру или другими способами.

При положительных результатах под микроскопом среди банальной (преимущественно кокковой) микро­флоры зева и носа видны дифтерийные палочки, рас­положенные под углом друг к другу. Дифтерийные палочки полиморфны, часто утолщены на концах, не­равномерно окрашены. На концах палочек имеются зер­на волютина (тельца Бабеша—Эрнста), окрашиваю­щиеся темнее, чем остальное тело палочки, что осо­бенно хорошо выявляется при окраске по Нейссеру (тело палочки светло-коричневое, а зерна волютина темно-синие).

При микроскопии мазка дифтерийную палочку сле­дует дифференцировать от ложнодифтерийной (палоч­ка Гофмана), которая характеризуется отсутствиемполиморфизма, равномерным окрашиванием (отсут­ствие зерен волютина), параллельным расположениемпалочек.

Бактериоскопическое исследование должны прово­дить опытные специалисты, поскольку в предваритель­ном мазке типичные дифтерийные палочки редко встре­чаются в достаточном количестве. Не всегда помогает и окраска второго мазка по Нейссеру. Примерно у по­ловины больных дифтерией можно обнаружить возбудителя, таким образом, однако это не позволяет уста­новить вид коринебактерий, их тип и токсигенность. Вместе с тем надо помнить, что положительный резуль­тат предварительного исследования очень ценен для ле­чащего врача. Кроме того, при бактериоскопическом исследовании можно выявить возбудителя ангины Си-мановского — Плаута — Венсана (спирохеты и вере­тенообразные палочки) и микотической ангины, а тем самым провести дифференциальную диагностику этих двух заболеваний и дифтерии.

После бактериоскопии мазка обязательно проводит­ся бактериологическое исследование материала. Цель его — выделить культуру возбудителя и изучить ее свойства с обязательным определением токсигенности.

Приготовление мазка и толстой капли крови при малярии. Основной метод лаборатор­ной диагностики малярии — обнаружение эритроцитарных паразитов в толстой капле или мазке крови. В практической работе исследуют преимущественно толстые капли, так как за один и тот же промежуток времени в толстой капле можно просмотреть в 30— 50 раз больший объем крови, чем в мазке, а, следова­тельно, и количество плазмодиев в ней больше. К мазку обращаются лишь в тех случаях, когда видовую при­надлежность найденных паразитов по толстой капле установить не удается. Для выявления возбудителей малярии кровь берут при первом же подозрении на эту инфекцию независимо от температуры тела (лучше всего во время лихорадки или сразу после озноба), по­скольку паразиты циркулируют в крови и в интервале между приступами.

Предметные стекла, на которых готовят препараты, должны быть хорошо вымыты и обезжирены. Кровь бе­рется с соблюдением правил асептики. Кожу пальца протирают спиртом и прокалывают простерилизованной иглой-копьем или толстой инъекционной иглой.

Если кровь из мякоти пальца вытекает плохо, то боль­ного просят сделать несколько энергичных движений рукой, кистью и слегка массируют палец. Первую вы­ступившую каплю крови вытирают сухой ватой, затем палец поворачивают проколом вниз и ко второй капле прикасаются предметным стеклом.

Тонкие мазки крови приготавливают по методике, общепринятой для гематологических исследований. Ма­зок не должен доходить ни до конца, ни до краев пред­метного стекла. Поэтому капля крови должна быть диаметром не более 2—3 мм. Предметное шлифован­ное стекло, которым делается мазок, должно быть уже стекла, на которое наносят мазок. Для этого углы шлифованного стекла обламывают пинцетом. В целях приготовления мазка шлифованное стекло ставят перед каплей крови под углом 45° и продвигают вперед до соприкосновения с ней. Когда кровь равномерно распределится между обоими стеклами, быстрым дви­жением делают мазок.

Для приготовления толстой капли крови на пред­метное стекло наносят каплю крови диаметром около 5 мм. Эту каплю размазывают иглой или углом пред­метного стекла в диск диаметром 10—15 мм. Толщина капли должна быть такой, чтобы сквозь нее можно было читать газетный шрифт. Мазки не должны быть тол­стыми, поскольку после высыхания они растрескива­ются и отстают от стекла. Обычно на стекло наносят 2—3 капли на некотором расстоянии одна от другой. Взятые капли должны быть отмечены. На обратной стороне стекла восковым карандашом указывается фа­милия больного или соответствующий регистрацион­ный номер.

Очень удобно наносить толстую каплю на влажный толстый мазок крови. В этом случае капля самостоя­тельно растекается в правильный диск. Простым каран­дашом на мазке делается маркировка препарата. Такой препарат удобен еще и тем, что в мазке довольно хо­рошо сохраняется часть пораженных эритроцитов, а это важно для уточнения вида паразита. Преиму­щество данного метода в том, что капля, нанесенная на мазок, удерживается более прочно, чем нанесенная непосредственно на стекло.

Приготовленные толстые капли высушивают при комнатной температуре не менее 2—3 ч без какого-либо дополнительного подогревания во избежание фиксациикрови. После высыхания капли на нее наливают крас­ку Романовского — Гимзы, разведенную как обычно (2 капли краски на 1 мл дистиллированной воды). Продолжительность окраски в среднем составляет 30— 45 мин. Окрашенную каплю осторожно ополаскивают водопроводной водой (сильная струя может смыть каплю) и просушивают в вертикальном положении. Фильтровальной бумагой ее высушивать нельзя. При окраске капли в водных растворах красок происхо­дит выщелачивание гемоглобина из эритроцитов, вслед­ствие чего в окрашенной капле эритроциты уже не видны. Из форменных элементов сохраняются лейкоци­ты и тромбоциты.

Мазки фиксируют, помещая их на 3 мин в метиловый или на 10 мин в 96 % этиловый спирт. Зафиксирован­ные препараты высушивают на воздухе, защищая от пыли и мух. Потом препараты помещают в специаль­ный контейнер и окрашивают азур-эозиновым краси­телем по Романовскому — Гимзе на протяжении 20— 30 мин.

По истечении этого срока контейнер подставляют под слабую струю воды и промывают. После того как из контейнера польется неокрашенная вода, остатки ее сливают и промывают еще раз. Не рекомендуется сна­чала сливать краску, а затем промывать мазок водой, поскольку пленка, образовавшаяся на поверхности кра­сителя, может попасть на препараты и оказаться при­чиной диагностической ошибки. Капля на мазке окра­шивается так же, как толстая капля.

Промытые препараты высушивают и исследуют под микроскопом. В зараженных эритроцитах видны плаз­модии малярии с голубой цитоплазмой и ярко-крас­ным ядром. Нахождение плазмодиев малярии в крови больного является неоспоримым доказательством бо­лезни.

Забор крови для серологического ис­ следования.

Сущность серологических методов исследования состоит в определении роста титра анти­тел в сыворотке крови больного по отношению к из­вестному антигену, вводимому в серологическую реак­цию. В клинической практике чаще всего использу­ется РА (Видаля) и ее разновидности, РНГА, РСК.

Забор крови для серологического исследования вы­полняется так же, как и при посеве, но в отличие от последнего его лучше осуществлять самотеком, а не

шприцом. Для этого берут иглу с более широким про­светом и вводят в локтевую вену без шприца. В про­бирку собирают 3—5 мл крови. При таком сборе эритро­циты меньше травмируются и сыворотка крови реже бывает с явлениями гемолиза. После отстаивания и центрифугирования крови сыворотку с помощью пи­петки переносят в другую пробирку или эпиндорф и хранят в холодильнике при температуре +4 С до постановки реакции.

Поскольку иммунный ответ при большинстве инфек­ционных болезней развивается с 5—7-го дня, а макси­мальное нарастание антител происходит лишь в периоде реконвалесценции, серологические методы менее при­годны для ранней диагностики и используются глав­ным образом в целях ретроспективной расшифровки этиологии уже перенесенного инфекционного заболева­ния. Однако кровь для серологических исследований берется и в первые дни болезни, что в дальнейшем дает возможность наблюдать за нарастанием титра антител в динамике заболевания. Повторные сероло­гические исследования при бактериальных инфекциях производятся не раньше, чем через 5—7 дней. При ви­русных заболеваниях берутся «парные сыворотки» с интервалом 10—12 дней и при нарастании титра антител в 4 раза подтверждается диагноз предполагаемого заболевания.

С внедрением в практику методов ИФА, РИА и дру­гих диагностическая ценность серологических иссле­дований в острую фазу болезни значительно возросла.

Определение относительной плотности плазмы (крови) купросульфатным мето­дом. При некоторых инфекционных заболеваниях, сопровождающихся дегидратацией (холера, сальмонеллезы и др.), возникает необходимость в проведении патогенетической терапии, направленной на воспол­нение имеющихся и продолжающихся потерь воды и электролитов (компенсаторная регидратация). Для определения объема вводимой жидкости можно пользо­ваться формулой Филлипса: 4 * 10³ ( D —1,025) XXР = V , где 4 • 10³ — коэффициент; D— относитель­ная плотность плазмы больного; 1,025 — относительная плотность плазмы в норме; Р — масса тела больного, кг; V — необходимый объем жидкости, мл.

Наиболее удобен для определения относительной плотности плазмы (крови) купросульфатный метод, 36 который можно использовать в любом лечебном учреж­дении. Для этого каплю крови или плазмы погружают в серию стандартных растворов медного купороса с плотностью 1016—1036, а цельной крови — 1036—1076. Каплю следует опускать с высоты 1 см над поверх­ностью раствора. Если капля сразу же всплывает, то ее плотность меньше плотности раствора, если тонет — больше, а если остается во взвешенном состоянии в те­чение 3—4 с, то плотность ее равна плотности рас­твора.

Постановка и учет реакции Шика. Реак­ция Шика указывает на наличие или отсутствие необ­ходимого уровня антитоксина в крови для защиты орга­низма от дифтерии. В настоящее время эта реакция применяется реже в связи с внедрением в практику более чувствительных методов (РПГА).

Реакцию Шика проводят привитым против дифте­рии детям с законченной вакцинацией и не менее чем с одной ревакцинацией. В возрасте 13 лет и старше реак­цию можно ставить и с неизвестным прививочным анамнезом. Состояние противодифтерийного иммуни­тета проверяют не ранее чем через 6 месяцев после последней ревакцинации и не ранее двух месяцев после перенесенного острого заболевания.

Реакцию Шика ставят также в коллективах, небла­гополучных по дифтерии, вновь прибывшим детям, когда нет сведений о прививках. Детям с отрицатель­ной реакцией Шика дополнительные прививки не де­лают. Дополнительные прививки независимо от иммун­ной прослойки в коллективе проводят детям с положи­тельной и сомнительной реакциями.

Результаты реакции Шика заносят в карту учета профилактических прививок (ф. 63) с указанием даты постановки и проверки реакции, серии токсина и инсти­тута, изготовившего токсин.

Для постановки реакции Шика используют разве­денный активный (негретый) дифтерийный токсин. В 0,2 мл содержится одна Шик-доза.

Для постановки реакции Шика должны применяться однограммовые (туберкулиновые), тщательно прове­ренные шприцы с точной градуировкой, не пропускаю­щие жидкость между стенками шприца и его поршнем.

Категорически воспрещается постановка реакции Шика в помещениях, где в этот день проводилась ревакцинация против туберкулеза, а также использовать шприцы, иглы и прочий инструментарий, приме­нявшиеся при иммунизации против туберкулеза.

Кожу на месте инъекции протирают ватой, смочен­ной 70 % этиловым спиртом. Токсин (0,2 мл) вводят внутрикожно в среднюю часть ладонной поверхности, как правило, левого предплечья. Введение производят медленно с известным напряжением, характерным для внутрикожного введения жидкости. Инъекцию делают под очень небольшим


8-09-2015, 21:09